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In questa tecnica, un oligonucleotide che porta la mutazione desiderata viene appaiato alla versione a singolo filamento del gene di interesse, clonato nel vettore M13; questo oligonucleotide innesca la reazione di sintesi della catena complementare, che prosegue attorno allo stampo circolare. Dopo aver introdotto la molecola ricombinante in E. coli, la replicazione ne produce numerose copie. Metà delle molecole risultanti sono copie del filamento di DNA originale, mentre l'altrà metà sono copie del filamento contenente la sequenza mutata. Tutte queste molecole a doppio filamento "dirigono" la sintesi di particelle fagiche, di cui metà sono portatori di una versione a singolo filamento della proteina mutata. I fagi vengono fatti crescere su piastre di agar solido così da ottenere placche: quelle contenenti la mutazione vengono selezionate (tramite ibridazione con la sonda costituita dall'oligonucleotide originario). Il gene mutato può essere reinserito nel suo ospite originario mediante ricombinazione omologa o trasferito in un vettore di E. coli progettato per la sintesi di proteine da DNA clonati; in questo modo si può ottenere un campione della proteina mutata. Questo tipo di mutagenesi comporta delle limitazioni: l’efficienza di mutazione è piuttosto bassa: in genere, non più del 50% dei cloni contiene la mutazione; inoltre i saggi per l'individuazione di fagi mutanti sono lenti e laboriosi.

MsoNormal" style="margin: 0cm 0cm 10pt; line-height: normal; mso-margin-top-alt: auto; mso-margin-bottom-alt: auto; mso-outline-level: 2">Functional characterization of the genes of higher eukaryotes has been aided by their expression in model organisms and by analyzing site-specific changes in homologous genes in model systems such as the yeast Saccharomyces cerevisiae. Modifying sequences in yeast or other organisms such that no heterologous material is retained requires in vitro mutagenesis together with subcloning. PCR-based procedures that do not involve cloning are inefficient or require multistep reactions that increase the risk of additional mutations. An alternative approach, demonstrated in yeast, relies on transformation with an oligonucleotide, but the method is restricted to the generation of mutants with a selectable phenotype. Oligonucleotides, when combined with gap repair, have also been used to modify plasmids in yeast; however, this approach is limited by restriction-site availability. The Laboratory of Molecular Genetics, the National Institute of Environmental Health Sciences and the National Institutes of Health of North Carolina's Research Triangle Park have developed a mutagenesis approach in yeast based on transformation by unpurified oligonucleotides that allows the rapid creation of site-specific DNA mutations in vivo. A two-step, cloning-free process, referred to as "delitto perfetto", generates products having only the desired mutation, such as a single or multiple base change, an insertion, a small or a large deletion, or even random mutations. The system provides for multiple rounds of mutation in a window up to 200 base pairs. The process is RAD52 dependent, is not constrained by the distribution of naturally occurring restriction sites, and requires minimal DNA sequencing. Because yeast is commonly used for random and selective cloning of genomic DNA from higher eukaryotes such as yeast artificial chromosomes, the "delitto perfetto" strategy also provides an efficient way to create precise changes in mammalian or other DNA sequences.